2025年裸鼠成瘤实验-超详细资料.pdf

该【2025年裸鼠成瘤实验-超详细资料 】是由【小屁孩】上传分享，文档一共【14】页，该文档可以免费在线阅读，需要了解更多关于【2025年裸鼠成瘤实验-超详细资料 】的内容，可以使用淘豆网的站内搜索功能，选择自己适合的文档，以下文字是截取该文章内的部分文字，如需要获得完整电子版，请下载此文档到您的设备，方便您编辑和打印。:..丹青不知老将至,贫贱于我如浮云。——杜甫裸鼠成瘤实验总结-超详细资料接种量要查文献来确定接种量,在找不到任何相关资料的情况下,最高就用到1*107/,再高也没有意义了。如果你的细胞很小,1*107/,不至于很粘稠,那么最好是1*107/。查文献看他们的构建条件是什么样的,比如培养条件,接种量,接种位置什么的,是不是一定要用雌性鼠等等。有的瘤株也有可能很容易成瘤,而且生长速度很快。建议用几只动物试试不同的接种浓度,万一能够长出来,而且还长得很快,那你就要根据情况选择一个合适的浓度了。基本上一般认为比较合适的接种浓度有这么几个特征:。~70%,而且SD不大于平均值的1/3左右。、四周后肿瘤重量大于1g,并且没有溃烂。当然,这些条件都是锦上添花的东西,如果以1*107/site都勉勉强强长出肿瘤,那么就不必过多的去考虑它了。接种部位接种部位:腋窝中部外侧皮下为好。皮下肿瘤模型中,想要成瘤率高就接种在腋下。接种时由裸鼠体侧腰部稍靠上的部位进针,要保证与接种点的距离小于针头的长度,向头部方穿行,绝对不能刺破皮肤或者刺破肌肉层,当针头到达接种位点时注射,退出针头,这样操作的目的并不完全是避免漏液,其实熟练后,不需要皮下穿行也不会漏液,主要是避免污染,进针点还有少量污染的可能性的,针头在皮下穿行一段后,接种点离进针点较远,最大限度减少污染的可能。如果是用于正式实验,那么一只老鼠就只能接种一个位点,不可以接种多个位点用于保证可用的模型数。因为在有些情况下,一个老鼠身上有多于一个肿瘤的情况下,会有相互影响的可能,无论这几个肿瘤相距有多远。要是想多打几个部位做做预试验,倒也不是不可以,但是我觉得,基本上没有什么必要。皮肤不用绷得太紧,平展就可以了,另外接种的时候进针点很靠下,针头在皮下走一段再注射,速度不要太快。注射前针头稍微动一动,能动就说明在皮下,否则可能在皮内或者肌肉内。一般来说都是有鼓包的但是要是你接种位置太深入腋窝,你是看不到鼓包的。主要靠针头稍微动一动来判断。是否应用免疫抑制剂裸鼠皮下种瘤后,可以通过应用免疫抑制剂,比如环磷酰胺(2mg每只,打两天)来加速瘤体的生长,当然我知道裸鼠是T免疫缺陷动物,但是人家说的CTX可以进一步抑制裸鼠的体液免疫和NK细胞杀伤的保护作用,可以加快瘤子的生长,这样造模的周期很短,也可以进行人为的控制,不知道这个观点是不是有道理,实践中是不是真有人这么做呢?楼上说的文献中也有报道,而且还有预先用放射照射抑制动物免疫功能再接种的方法,但是一般常规应用中大多数时候不推荐这么做。另外还有一个问题应该被考虑到,大家现在都在琢磨着怎么让肿瘤出瘤的更快,造模周期更短,但是如果人为的把肿瘤生长加速,其实对实验并不好。因为造模周期短,很可能生长速度也会被加快,肿瘤可能很快就溃烂了,这样就不得不被迫中止实验,而用药却没有用到足够的时间,药效还没有发挥出来就结束了,这样是很不利的。所以一般情况下,应该尽量的复合这个瘤株本身的生长特性,不应该过多地去加以人为的干扰。是否用手术标本荷瘤如果是药效试验,不建议用手术标本,因为SFDA的临床前研究指导原则上明确指出要用建株的肿瘤株进行试验,因为用手术标本的试验可重复性太差,你这个标本万一没有保存好,断掉了,你自己都很难重复出上次的试验结果。国外的文献上看到的却很少有人用手术标本构建模型进行试验。取材的部位:肿瘤生长活跃,状态良好,结缔组织比较少的地方。运送途径:无菌、冰浴保温,无菌培养液浸泡,时间不:..饭疏食,饮水,曲肱而枕之,乐亦在其中矣。不义而富且贵,于我如浮云。——《论语》能超过1个小时。最好一个小时内就能够接种到动物体内。接种部位:腋下。另外,手术标本还有一个风险:你不能保证取得的标本一定能够顺利地成瘤并且用于试验。注意事项A裸鼠的周龄,B肿瘤细胞:何种肿瘤,接种细胞的数量(用对数生长期的,活力高的)记数要准确,C接种方式:注意不要漏液,否则会损失细胞数量D饲养环境:,首先要考虑你的肿瘤细胞系能否成瘤,其次关键是你的肿瘤细胞数,一般肿瘤细胞存活力还是蛮高的,所以你重点要考虑细胞数的问题,但最高不要超过1*107。,最好在1小时之内完成。但在我实际操作过程中,裸鼠的数量又多,1小时之内根本做不完的,所以你可以预先将细胞放在冰盒里暂为保存。效果还是不错的。,每个肿瘤细胞不太一样,细胞数合适,一般一周左右应该能出来了;另外,如果你是打皮下,你要考虑是否有打到深层组织,比如肌肉,那即使成瘤了,也不大好摸出来。腹腔注射1、腹腔注射进针的位置在腹中线与小鼠两后肢上沿连交叉以下的位置。2、腹腔注射很少会打到肠管,因为肠子在碰到硬物时会缩起来,当然前提是你的进针不是特别深,如果你的整个针头都扎入了腹腔,那么肠子是无处可躲了。3、腹腔注射进针后,你可以将针头左右摆动一下,如果是正确的,这时会有一种很自由无障碍的感觉,进针角度撑握在小于45度,针头进入长度不超过3厘米左右。用大、小白鼠做实验时,以左手抓住动物,使腹部向上,右手将注射针头于左(或右)下腹部刺入皮下,~,再以45度角穿过腹肌,固定针头,缓缓注入药液(图2-5),为避免伤及内脏,可使动物处于头低位,使内脏移向上腹。若实验动物为家兔,进针部位为下腹部的腹白线离开1cm处。肿瘤倍增时间肿瘤动物实验模型肿瘤的倍增时间(doublingtime),应该是在瘤体积100-800之间计算,但是一组动物有10只,每周测量2次瘤体积,如果我想计算从200倍增到400的时间的话,10只动物不会在我测量体积的时候正好到200或400,那么,在计算的时候,具体应该怎么做?Geddes等[29]将结节倍增时间的计算公式表示为:DT=(ln2△t)/ln(V2/V1),V1、V2分别是前后两次测量的体积,△t是两次测量的时间间隔你的问题有歧义,我觉得可以有几下几种理解:,对于某个老鼠来说,(不是正好200),(不是正好400),对于其他的动物都有这样的问题,,测量的时候,,,......,这也是一种理解,我的意见是:测量一段比较长的时间,每只老鼠可以独立计算倍增时间,然后计算平均值,SD等,用统计学处理的手段。个体差异同一批种几十只老鼠,有的就长不出来,有的长得很大,使评价药效很困难。排除接种悬液未摇匀的可能后,还有什么原因可能造成这一点?可能是是个体差异了。其中,老鼠年龄是一个很大的因素。本人就遇到过2个月的老鼠接种肿瘤以后,有的长有的不长的情况。如果控制好试验条件,动物也比较均一的话,一般肿瘤生长都会很好的控制在一定范围的:..人人好公,则天下太平;人人营私,则天下大乱。——刘鹗肿瘤模型新药申报zym145286做的肿瘤模型实验是用于新药申报用,现在有一些问题还不能校准,我做的是人癌模型,,有明确的要求说肿瘤来源必须是体内传代3次以上吗?,对于取出肿瘤块的质量有没有明确的规定呢?还是跟其他种鼠一样,要求平均瘤重不小于1g或者不大于20%的瘤快质量不小于400mg,(%),指的是瘤体积比还是瘤质量比??若需要附属的话,照片没有没有什么要求怎么照的,是鼠活的时候的照片还是实验结束后处死鼠后在摆好位置照??还是两个都要有呢?,空白溶剂对照组,药物高中低三个剂量组,?要是不可以,还需要怎么分呢??比如:白细胞数量,,是不是也需要重复实验三次?那三次的数据都需要包含在数据中吗??swordzjsh具体问题回答如下:,新老原则均明确要求体内三代以上,并且不能超过15~20代(人肿瘤)。,只考察瘤体积,也没有对试验结束后的肿瘤大小有明确要求,但是老的指导原则有这方面的要求。,老的指瘤重,实际上在数据处理的时候一般瘤体积和瘤重的数据都会加入,分别计算相应的T/C。,常见的有两种:一种是处死后摆放并拍摄整鼠照片,还有一种是剥取肿瘤后拍摄肿瘤的照片,还是那句话,最好都有,至少资料中放一个,另外一份备好,答辩的时候可以随时展示。另外,以前不允许数码拍摄,要求光学照相机,以防电脑编辑,不知道现在还有没有类似的要求。,有的人要看T/C的曲线,不过一般放生长曲线的多一些,记住,生长曲线现在要求RTV,相对肿瘤体积。以前报批的时候就可以放RTV曲线了,现在更是RTV的天下。,正式试验基本上就是这么设计了,但是你最好有这些剂量、疗程、给药途径等的设计依据,比如权威文献、你们的预试验等材料备问。当然,如果你的药物有些特别的地方,那么要根据他的具体特点设计试验。,对于药效试验来说,没有明确要求,但是一定要有体重和死亡的数据。,一共三次试验,新原则前几稿要求重复一次,一共三次试验,但是最新一稿我没有看到对于重复试验的要求,但是作为药理研究的基本常识,重复试验是一定需要的,作为正式试验的重复试验应该把数据和结果分析都列入报告中,重复试验之间是同等重要的。zym145286:针对您的回答,,您说新原则没有指标,那么老原则(就是现在还遵循的原则)具体是多少呢,能不能说明一下啊?,按照的是哪个时间点的体积呢,还是说整个测量过程的体积都要算?,不要笑话我了,呵呵,那个RTV是怎样算出来的?是用药组数据减去空白组数据吗?还是其他算法?:..穷则独善其身,达则兼善天下。——《孟子》,每组的动物数量是多少?6只,还是10-12只?,就是说有没有上限,比如不可以超过一个月啊什么的?。,可以用T/C对时间点作图的那种。实际上,不知道你有没有老的指导原则,上面有一个表,那个表里面汇总了一些试验的基本信息,那个表里面要填增殖率,一般是选效果最好的那一天的数据填上去。=Vt/V0。其中V0为分笼给药时(即d0)测量所得肿瘤体积,Vt为每一次测量时的肿瘤体积。RTV是针对每一只小鼠计算的。,5到10只,要根据你的药物的性质来定,如果SD较大,建议多设几只,容易做出统计差异。如果SD较小,不少于6只,因为要求试验过程中动物死亡率不超过20%,6只动物死了一只还可以接受,要是5只动物死了一只就是20%了。,一般在3到5周,常见为三周,并且保证肿瘤长到足够的大小。如果有特别的原因可以变化试验周期,但是一般都是加长而不会缩短。实验分组与标记baobaogao197759:我的实验是观察药物对lewis肺癌的生长的影响。1、实验分为五组(模型组、阳性对照组(CTX)药物大、中、小剂量组)。我不清楚需不需要设置阴性对照组(就是不造模组,)2、C57小鼠怎样标记,有剪趾、穿耳孔的方法。但是具体的操作没有说明,能否介绍一下。,因为肿瘤的生长和评价非常明显,不会有干扰的可能。,一只小鼠两只耳朵,每只耳朵可以剪上侧和下侧两个位点,你可以自己指定组合,比如我们是这样的:左上为一号,左下为二号,右上为三号,右下为四号,左侧上下为五号,右侧上下为六号,左上右上为七号,,在做肿瘤模型用细胞接种时,?Swordzjsh:一般来说,可以悬浮在相应的无血清培养基、PBS、saline中,接种效果以上三种次第降低。用matrigel是一种促进肿瘤形成生长的手段,如果本身肿瘤生长不是特别困难不建议用它,但是一些比如A549之类的细胞株,接种后五六十天还只有600~700mm3的肿瘤,就可以考虑使用matrigel。使用matrigel的时候要注意低温操作,因为室温下mareigel就有可能固化。一般是在冰浴中操作。白血病肿瘤,皮下注射or静脉注射?abaiabai我的理解是,静脉注射反应的是疾病全身播散的作用,皮下注射便于观察瘤块大小,衡量用药效果,应该结合自己试验的目的选择注射方法juanr7213我最近刚刚实验比较了一下静脉注射和皮下接种白血病细胞株,从理论上说静脉接种似乎皮下接种更接近白血病的生物行为特点,但是根据我的实验和以前的文献,静脉接种小鼠的平均生存期很短,我的不超过10天,我还试验性的进行了化疗,结果几乎全死了,而皮下接种者结果稳定。所以选皮下还是静脉,应该:..为天地立心,为生民立命,为往圣继绝学,为万世开太平。——张载根据自己的试验目的来定,长期的实验好像不太适合用静脉注射的方法。swordzjsh皮下或者静脉注射都可以,看你的细胞株了,也有用腹腔注射的。小鼠的捉拿从笼盒内将小鼠尾部捉住并提起,放在笼盖(或表面粗糙的物体)上,轻轻向后拉鼠尾,在小鼠向前挣脱时,用左手拇指和食指抓住两耳和颈部皮肤,无名指、小指和手掌心夹住背部皮肤和尾部,并调整好动物在手中的姿势。这类捉拿方法多用于灌胃以及肌肉、腹腔和皮下注射等。如若进行心脏采血、解剖、外科手术等实验时,就必须要固定小鼠。使小鼠呈仰卧位(必要时先进行麻醉),用橡皮筋将小鼠固定在小鼠实验板上。如若不麻醉,则将小鼠放人保定架里,固定好保定架的封口。小鼠性情较温顺,一般不会咬人,比较容易抓取固定。通常用右手提起小鼠尾巴将其放在鼠笼盖或其它粗糙表面上,在小鼠向前挣扎爬行时,用左手拇指和食指捏住其双耳及颈部皮肤,将小鼠置于左手掌心、无名指和小指夹其背部皮肤和尾部,即可将小鼠完全固定。在一些特殊的实验中,如进行尾静脉注射时,可使用特殊的固定装置进行固定,如尾静脉注射架或粗的玻璃试管。如要进行手术或心脏采血应先行麻醉再操作,如进行解剖实验则必须先行无痛处死后再进行。实验动物的编号编号的方法很多,根据动物的种类数量和观察时间长短等因素来选择合适的标记方法。(一)挂牌法:将号码烙压在圆形或方形金属牌上(最好用铝或不锈钢的,它可长期使用不生锈),或将号码按实验分组编号烙在栓动物颈部的皮带上,将此颈圈固定在动物颈部。该法适用于狗等大型动物。(二)打号法:用刺数钳(又称耳号钳)将号码打在动物耳朵上。打号前用蘸有酒精的棉球擦净耳朵,用耳号钳刺上号码,然后在烙印部位用棉球蘸上溶在食醋里的黑墨水擦抹。该法适用于耳朵比较大的兔、狗等动物。(三)针刺法:用七号或八号针头蘸取少量碳素墨水,在耳部、前后肢以及尾部等处刺入皮下,在受刺部位留有一黑色标记。该法适用于大小鼠、豚鼠等。在实验动物数量少的情况下,也可用于兔、狗等动物。(四)化学药品涂染动物被毛法:经常应用的涂染化学药品有涂染红色:%中性红或品红溶液。涂染黄色:3-5%苦味酸溶液。涂染黑色:煤焦油的酒精溶液。根据实验分组编号的需要,可用一种化学药品涂染实验动物动物背部被毛就可以。如果实验动物数量较多,则可以选择两种染料。该方法对于实验周期短的实验动物较合适,时间长了染料易退掉;对于哺乳期的子畜也不适合,因母畜容易咬死子畜或把染料舔掉。(五)剪毛法:该法适用于大、中型动物,如狗、兔等。方法是用剪毛刀在动物一侧或背部剪出号码,此法编号清楚可靠,但只适于短期观察。(六)打孔或剪缺口法:可用打孔机在兔耳一定位置打一小孔来表示一定的号码。如用剪子剪缺口,应在剪后用滑石粉捻一下,以免愈合后看不出来。该法可以编至1~9999号,此种方法常在饲养大量动物时作为终身号采用。实验动物的分组(一)分组的原则:进行动物实验时,经常需要将选择好的实验动物按研究的需要分成若干组。动物分组应按随机分配的原则,使每只动物都有同等机会被分配到各个实验组与对照组中去,以避免各组之间的差别,影响实验结果,特别是进行准确的统计检验,必须在随机分组的基础上进行。每组动物数量应按实验周期长短、实验类型及统计学要求而定。如果是慢性实验或需要定期处死动物进行检验的实验,就要求选较多的动物,以补足动物自然死亡和认为处死所丧失的数量,确保实验结束时有合乎统计学要求的动物数量存在。(二)建立对照组:分组时应建立对照组。:是指实验数据而言。实验动物本身在实验处理前、后两个阶段的各项相关数据就分别是对照组和实验组的实验结果,此法可排除生物间的个体差异。:有正对照组和负对照组两种。给实验组动物某种处理,而给正对照组用同样方法进行处理,但并:..天将降大任于斯人也,必先苦其心志,劳其筋骨,饿其体肤,空乏其身,行拂乱其所为。——《孟子》不采用实验所要求的药物或手段,负对照组则不给任何处理。,应避免人为因素,随机把所有的动物进行编号,然后令其双数为A组(实验组),单数为B组(对照组)即可或反之。如果要分若干个组时,应该用随机数字表示进行完全随机分组。动物采血采血方法的选择,决定于实验的目的所需血量以及动物种类。凡用血量较少的检验如红、白细胞计数、血红蛋白的测定,血液涂片以及酶活性微量分析法等,可刺破组织取毛细血管的血。当需血量较多时可作静脉采血。静脉采血时,若需反复多次,应自远离心脏端开始,以免发生栓塞而影响整条静脉。例如,研究毒物对肺功能的影响、血液酸碱平衡、水盐代谢紊乱,需要比较动、动脉血氧分压、二氧化碳分压和血液pH值以及K+、Na+、CI-离子浓度,必须采取动脉血液。采血时要注意:⑴采血场所有充足的光线;室温夏季最好保持在25-28℃,冬季,15-20℃为宜;⑵采血用具有采用部位一般需要进行消毒;⑶采血用的注射器和试管必须保持清洁干燥;⑷若需抗凝全血,(ml)最小致死采血量(ml)(剪)尾采血当所需血量很少时采用本法。固定动物并露出鼠尾。将尾部毛剪去后消毒,然后浸在45℃左右的温水中数分钟,使尾部血管充盈。再将尾擦干,用锐器(刀或剪刀)-,让血液自由滴入盛器或用血红蛋白吸管吸取,采血结束,伤口消毒并压迫止血。也可在尾部作一横切口,割破尾动脉或静脉,收集血液的方法同上。每鼠一般可采血10余次以上。,~。(仅做白细胞计数或血红蛋白检查),可采用本法。先将鼠尾用温水擦拭,再用酒精消毒和擦拭,使鼠尾充血。用7号或8号注射针头,刺入鼠尾静脉,拔出针头时即有血滴出,一次可采集10~50mm3。如果长期反复取血,应先靠近鼠尾末端穿刺,以后再逐渐向近心端穿刺。(大鼠采血需带上纱手套),应防止动物窒息。当取血时左手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧,使眶后静脉丛充血。右手持续接7号针头的1ml注射器或长颈(3~4cm)硬质玻璃滴管(-),使采血器与鼠面成45℃的夹角,由眼内角刺入,针头斜面先向眼球,刺入后再转180度使斜面对着眼眶后界。刺入浓度,小鼠约2~3mm,大鼠约4~5mm。当感到有阻力时即停止推进,同时,-,边退边抽。若穿刺适当血液能自然流入毛细管中,当得到所需的血量后,即除去加于颈部的压力,同时,将采血器拔出,以防止术后穿刺孔出血。若技术熟练,用本法短期内可重复采血均无多大困难。左右两眼轮换更好。体重20--;体重200--,可适用于某些生物化学项目的检验。(小)鼠的颈部皮肤,并作动物头朝下倾的姿势。右手用剪刀猛剪鼠颈,约1/2-4/5的颈部前剪断,让血自由滴入盛器。~;大鼠约5-10ml。,且心率较快,心脏采血比较困难,故少用。活体采血方法与豚鼠相同。若做开胸一次死亡采血,先将动物作深麻醉,打开胸腔,暴露心脏,用针头刺入右心室,吸取血液。-;-。,切开颈部皮肤,分离皮下结缔组织,使颈静脉充分暴露,可用注射器吸出血液。在气管两侧分离出颈动脉,离心端结扎,向心端剪口将血滴入试管内。,仰卧固定在手术架上,从腹正中线皮肤切开腹腔,使腹主动脉清楚暴露。用注射器吸出血液,防止溶血。或用无齿镊子剥离结缔组织,夹住动脉近心端,用尖头手术剪刀,剪断动脉,使血液喷入盛器。(静)脉采血先由助手握住动物,采血者左手拉直动物下肢,使静脉充盈。或者以搏动为指标,右手:..人人好公,则天下太平;人人营私,则天下大乱。——刘鹗用注射器刺入血管。体重15--,-。实验动物用药量的确定及计算方法(一),然后用小于中毒量的剂量,或取致死量的若干分之一作为应用剂量,一般可取1/10~1/5。。,特别是化学结构和作用都相似的剂量。,如第一次用药的作用不明显,动物也没有中毒的表现,可以加大剂量再次实验。如出现中毒现象,作用也明显,则应降低剂量再次实验。在一般情况下,在适宜的剂量范围内,药物的作用常随剂量的加大而增强。所以有条件时,最好同时用几个剂量作实验,以便迅速获得关于药物作用的较完整的资料。如实验结果出现剂量与作用强度之间毫无规律时,则更应慎重分析。,防止动物中毒死亡,开始的剂量可采用鼠类的1/15~1/2,以后可根据动物的反应调整剂量。,要考虑给药动物的年龄大小和体质强弱。一般说确定的给药剂量是指成年动物的,如是幼龄动物,剂量应减小。如以狗为例:6个月以上的狗给药剂量为1份时,3~6个月的给1/2份,45~89日的给1/4份,20~44日的给1/8份,10~19日的给1/16份。,要考虑因给药途径不同,所用剂量也不同。以口服量为100时,皮下注射量为30~50,肌肉注射量为20~30,静脉注射量为25。(二)人与动物的用药量换算方法人与动物对同一药物耐受性不同,一般动物的耐受性要比人大,单位体重的用药量动物比人要高。必须将人的用药量换算成动物的用药量。一般可按下列比例换算:人用药量:1小鼠、大鼠:50~100兔、豚鼠:15~20狗、猫:5~10以上系按单位体重口服用药量换算。如给药途径为静脉、皮下、腹腔注射,换算比例应适当减小些。实验动物给药途径和方法(一)皮下注射注射时以左手拇指和食指提起皮肤,将连有5(1/2)号针头的注射器刺入皮下。皮下注射部位一般狗、猫多在大腿外侧,豚鼠在后大腿的内侧或小腹部;大白鼠可在侧下腹部。兔在背部或耳根部注射。蛙可在脊背部淋巴腔注射。(二)皮内注射皮内注射时需将注射的局部脱去被毛,消毒后,用左手拇指和食指按住皮肤并使之绷紧,在两指之间,用结核菌素注射器连4(1/2)细针头,紧贴皮肤表层刺入皮内,然后再向上挑起并再稍刺入,即可注射药液,此时可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。(三)肌肉注射肌肉注射应选肌肉发达,无大血管通过的部位,一般多选臀部。注射时垂直迅速刺入肌肉,回抽针栓如无回血,即可进行注射。给小白鼠、大白鼠等小动物作肌肉注射时,用左手抓住鼠两耳和头部皮肤,右手取连有5(1/2)针头的注射器,将针头刺入大腿外侧肌肉,将药液注入。(四)腹腔注射用大、小白鼠做实验时,以左手抓住动物,使腹部向上,右手将注射针头于左(或右)下腹部刺入皮下,~,再以45度角穿过腹肌,固定针头,缓缓注入药液,为避免伤及内脏,可使动物处于头低位,使内脏移向上腹。若实验动物为家兔,进针部位为下腹部的腹白线离开1cm处。(五)静脉注射小白鼠和大白鼠:一般采用尾静脉注射,鼠尾静脉有三根,左右两侧及背侧各一根,左右两侧尾静脉比较容易固定,多采用,背侧一根也可采用,但位置容易固定。操作时先将动物固定在鼠筒内或扣在烧杯中,:..为天地立心,为生民立命,为往圣继绝学,为万世开太平。——张载使尾巴露出,尾部用45~50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张,并可使表皮角质软化,以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧,使静脉充盈,用中指从下面托起尾巴,以无名指和小指夹住尾巴的末梢,右手持注射器连4(1/2)号细针头,使针头与静脉平行(小于30℃),从尾下四分之一处(约距尾尖2-3厘米)处进针,此处皮薄易于刺入,先缓注少量药液,如无阻力,表示针头已进入静脉,可继续注入。注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血。如需反复注射,应尽可能从末端开始,以后向尾根部方向移动注射。几种常用的动物不同给药途径的注射量(六)淋巴囊注射蛙类常采用此法,因其皮下有数个淋巴囊,注入药物甚易吸收。腹部淋巴囊和头背淋巴囊常作为蛙类给药途径。一般多选用腹部淋巴囊给药。注射时将针头从蛙大腿上端刺入,经大腿肌层入腹壁肌层,再进入腹壁皮下,即进入淋巴囊,然后注入药液。有时也可采用胸淋巴囊给药。方法是将针头刺入口腔,使穿过下颌肌层入胸淋巴囊内注入药液,一次最大注射量为1毫升。蛙全身分布为咽、胸、背、腹侧、腹、大腿和脚等七个淋巴囊。(七)经口给药在急性试验中,经口给药多用灌胃法,此法剂量准确,适用于小白鼠、大白鼠、家兔等动物。小鼠、大鼠(或豚鼠)用输血针头或小号腰穿针头,将其尖端斜面磨剂,用焊锡在针尖周围焊一圆头,注意勿堵塞针孔,即成灌胃针;亦可用烧成圆头的硬质玻璃毛细管或特制的塑料毛细秋,作为导管。灌胃时将针按在注射器上,吸入药液。左手抓住鼠背部及颈部皮肤将动物固定,右手持注射器,将灌胃针插入动物口中,沿咽后壁徐徐插入食道。动物应固定成垂直体位,针插入时应无阻力。若感到阻力或动物挣扎时,应立即停止进针或将针拔出,以兔损伤或穿破食道以及误入气管。一般当灌胃针插入小鼠3-4cm,大鼠或豚鼠4-6cm后可将药物注入。-1ml,大鼠1-4ml,豚鼠为1-5ml。-,大鼠4-7ml,豚鼠为4-7ml,家兔为80-150ml,狗为200-500ml。八)、气体及蒸气或雾等症状存在药物或毒气,均需要通过动物呼吸道给药。如一般实验时给动物乙醚作吸入麻醉,给动物吸一定量的氨气、二氧化碳等观察呼吸、循环等变化;给动物定期吸入一定量的SO2。锯末烟雾等可造成慢性气管炎动物模型等;特别在毒物学实验中应用更为广泛。、局部作用、致敏作用和光感作用等,均需采用经皮肤给药方法。如家兔和豚鼠常采用背部一定面积的皮肤脱毛后,将一定药液涂在皮肤上,药液经皮肤吸收。。:..非淡泊无以明志,非宁静无以致远。——诸葛亮裸鼠标记有没有什么好的染料?苦味酸是常用的染色剂,但是怕对裸鼠有伤害,不知道这种担心是否多余。有没有人做过裸鼠的实验,标记持久,并且确实所使用的染色剂对裸鼠没有毒性?谢谢了!1紫药水,,这个比较简单实用,过一段时间你可以重新描一下,本人经常这样使用。3裸鼠标记:可以用剪耳号,也可以用签字笔在裸鼠尾巴或耳朵上标记数字来标记,在是我们在实验中应用的办法4在小鼠的耳朵上用耳号钳剪V形豁口,左耳靠近头顶的一端边缘(上缘):一个豁口代表1,下缘:一个豁口代表3